Mieloma Múltiplo: 50 casos diagnosticados por citometria de fluxo / Multiple Myeloma: 50 cases diagnosed by flow cytometry

O Mieloma Mútiplo é uma doença de evolução heterogênea, na qual a maioria dos pacientes recai muito precocemente após o tratamento. Nesse contexto, o objetivo principal deste trabalho é relatar diferentes estratégias de análise do mieloma por citometria de fluxo e sua importância na associação com citogenética no diagnóstico de doença residual. Entre 2.450 casos de doenças onco-hematológicas estudados, de setembro de 1993 a agosto de 2004, foram diagnosticados 50 (2,0 por cento) Mieloma Múltiplo. Foram feitas análises morfológicas e, até o ano de 2000, as imunofenotipagens foram realizadas no citômetro de fluxo XL-MCL (Coulter) pela estratégia tamanho/complexidade, utilizando os anticorpos monoclonais CD19, CD20, CD38, CD45, CD56, HLA-DR, kappa e lambda de superfície e intracitoplasmáticas. A partir de 2001 passaram-se a utilizar painéis seqüenciais através do histograma CD138/Complexidade e anticorpos monoclonais CD19, CD38, CD56, CD117, kappa e lambda intracitoplasmáticas. Mais recentemente foram incluídos no painel os anticorpos CD45, HLA-DR e CD33. A análise do DNA foi realizada por citometria com auxílio do programa Multicycle em nove amostras, sendo que sete apresentaram população aneuplóide. O cariótipo com banda G foi realizado em 25 casos, e a pesquisa de deleção do 13q por FISH em 15. Alterações cromossômicas foram encontradas em 4 casos, sendo duas deleções de 13q confirmadas por FISH. A mudança na estratégia de gates associada à citogenética e ao estudo da cinética do ciclo do DNA permitem melhor identificação de células plasmáticas anômalas, avaliação do prognóstico e detecção de doença residual.

Quantificação de células CD 34+ em sangue periférico, produto de aférese e cordão umbilical: estudo comparativo de três diferentes metodologias / Quantification of CD34+ cells in peripheral blood, leukapheresis products and cord blood: a comparative study of three different cytometric methodologies

A quantificação das células CD34+ em sangue periférico é utilizada para determinar o melhor momento de iniciar a aférese, enquanto que na leucoaférese e no sangue de cordão umbilical determinam a quantidade de células CD34+ para o transplante de células progenitoras. O objetivo deste trabalho foi comparar três diferentes metodologias de quantificação de células CD34+. Foram utilizados três diferentes tipos de amostras: a) 32 amostras de sangue periférico, coletadas de pacientes estimulados com G-CSF 50 µg/Kg/dose total, sem quimioterapia na mobilização. b) 31 amostras de produto de aférese de pacientes estimulados com o mesmo protocolo de G-CSF. c) 20 amostras de sangue de cordão coletadas em CPDA-1, por punção de veia umbilical. As amostras permaneceram à temperatura ambiente no máximo até 24h da análise. O citômetro de fluxo utilizado foi o Epics XL-MCL (Coulter) com os protocolos de dupla plataforma: ISHAGE e Mulhouse modificado para análise de maior numero de eventos, e o citômetro Imagn 2000 (Biometric Imaging) de plataforma única, conforme técnicas recomendadas. Os anticorpos monoclonais utilizados foram: CD45-FITC, CD34-PE, e isotipo IgG1-PE da Immunotech. As análises estatísticas foram: ANOVA e correlação de teste t de Student. Os resultados não apresentaram diferenças estatisticamente significativas nos três métodos

CD34 cell quantification in peripheral b lood is useful to determinate the best moment to begin apheresis while, when applied in leukapheresis products and umbilical cord blood it is important to establish the total number of CD34+ in stem cell transplantation. We aimed at comparing three different methodologies of CD34+ cell quantification. Three different blood products were analyzed: a) peripheral blood samples from 32 patients collected using EDTA, mobilized without previous chemotherapy and with G-CSF 50 mcg/Kg/total: b) 31 leukapheresis samples obtained using a CS 3000 (Baster) cell separator; c) 20 cord blood samples collected using umbilical venipuncture. All samples were maintained at room temperature and analyzed until 24h after collection by three different methods: double platform protocols ISHAGE, a Mulhouse modified (for analysis of a bigher number of events) applied in a Epics XL flow cytometer (Coulter) and a single platform for a fixed volume cytometer IMAGN 2000 (Biometric Imaging) according to manufacturer instructions. Monoclonal antibodies used were:CD 45-FITC, CD 34-PE and IgC1-PE, isotype control (Immunotech, Marseille, FR). Statistical analysis was made using ANOVA and T Student test. Results showed no statistical differences (p